Welche Methoden gibt es zum Nachweis von Clenbuterol?

Clenbuterol wurde ursprünglich zur Behandlung von Asthma bronchiale eingesetzt, seine Nebenwirkungen auf den menschlichen Körper sind jedoch so schwerwiegend, dass es seit langem weltweit verboten ist. Viele Fleischhändler verwenden es jedoch in Futtermitteln, um Kosten zu sparen. Wenn Menschen über einen längeren Zeitraum Fleisch mit diesen Rückständen verzehren, wirkt sich dies negativ auf das Herz-Kreislauf-System aus.

Dadurch werden bösartige Tumore hervorgerufen. Daher muss der Nachweis von Clenbuterol in Fleischprodukten an der Quelle kontrolliert werden. Derzeit gibt es mehrere Nachweismethoden:

Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GC-MS)

Der Vorteil der GC-MS-Methode besteht darin, dass sie die effiziente und schnelle Trennwirkung der Chromatographie mit der hochempfindlichen qualitativen Analyse der Massenspektrometrie kombiniert. Sie kann qualitative und quantitative Analysen eines bestimmten Rückstands durchführen, wenn mehrere Rückstände gleichzeitig vorhanden sind, und verfügt über eine höhere Nachweisgrenze. Fente C. A et al. verwendeten GC-MS, um CLB-Rückstände in Rinderhaaren festzustellen, mit einer minimalen Nachweisgrenze von 5 ng/g; Pteer Batioens verwendete Gaschromatographie-Tandem-Massenspektrometrie (GC-MS-MS), um den CLB-Gehalt in Rinder-, Schaf- und Schweinegewebe festzustellen, mit einer minimalen Nachweisgrenze von 2 ng/g; Liu Qi et al. verwendeten GC-MS (EI-Ionenquelle), um CLB in Schweineurin festzustellen, mit einer Nachweisgrenze von 0,5 ng/ml; Van Rhijin et al. verwendeten Trimethylsilyl- oder 2-Dimethylsilylmorpholin-Derivate, um CLB in Urinextrakten festzustellen. Die Derivate wurden mit elektrischen Impulsen oder chemischer Ionisierung gescannt, was eine höhere Empfindlichkeit ergab. Darüber hinaus weist die GC-MS-Methode im Vergleich zur HPLC-Methode eine höhere Nachweisempfindlichkeit und eine geringere Rate falsch-positiver Ergebnisse auf. Daher hat mein Land GC-MS als Bestätigungsmethode zum Nachweis von CLB gesetzlich etabliert (NY/T468~2001).

Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC)

HPLC eignet sich zur Bestimmung thermisch instabiler und hochpolarer β-Agonisten und ihrer Metabolite. Darüber hinaus kann HPLC mit Vorsäulenextraktion, Aufreinigung, Nachsäulenfluoreszenzderivatisierungsreaktion und Massenspektrometriesystemen (MS) kombiniert werden, um den Analyseprozess problemlos zu automatisieren. Huang Shixin et al. (1995) verwendeten einen Ultraviolettdetektor zur Erkennung von CLB-Rückständen in Schweineleber und Schweinefleisch bei λ=243 nm, Chromatographiesäule: Shimpack CLC-ODS150×6,0 mn, Flussrate: 1 ml/min, Säulentemperatur: Raumtemperatur 30℃, und die minimale Nachweisgrenze konnte 2 ng/g erreichen. Einige Leute im Ausland verwendeten HPLC (Diodenarray-Detektor), um CLB-Rückstände in tierischen Lebensmitteln zu bestimmen, und die minimale Nachweisgrenze lag bei 1,26 ng/g, mit einer Rückgewinnungsrate von 98,9 %. Derzeit wird in meinem Land HPLC als halbbestätigende Methode zum Nachweis von CLB-Rückständen verwendet, wobei die Mindestnachweisgrenze zwischen 1 und 15 ng/g liegt. Die Vorteile sind eine gute Spezifität, starke Selektivität, hohe Nachweisgenauigkeit und eine geringe Rate an falsch positiven Ergebnissen. Die Nachteile sind eine lange Probenverarbeitungszeit, ein umständlicher und schwieriger Nachweisprozess und die Notwendigkeit teurer Instrumente, die in der praktischen Anwendung bestimmten Einschränkungen unterliegen.

Enzymimmunoassay (ELISA)

Unter Ausnutzung der spezifischen Bindung immunologischer Antigene und Antikörper und der effizienten katalytischen Wirkung von Enzymen wird pflanzliche Meerrettichperoxidase (HRP) durch ein chemisches Verfahren mit Clenbuterol (CL) kombiniert, um enzymkonjugiertes Clenbuterol zu bilden. Der auf dem Festphasenträger beschichtete Antikörper (Schaf-Anti-Kaninchen-IgG-Antikörper) wird mit dem spezifischen Anti-Clenbuterol-Antikörper kombiniert, und dann werden das zu testende Clenbuterol und das enzymgekoppelte Clenbuterol hinzugefügt. Sie binden kompetitiv an den Clenbuterol-Antikörper. Nach dem Waschen wird das Substrat hinzugefügt und die zu testende Clenbuterolmenge wird entsprechend der Veränderung der gefärbten Substanz gemessen. Wenn mehr Clenbuterol getestet werden muss, ist weniger enzymgekoppeltes Clenbuterol vorhanden und die Menge der gefärbten Substanz ist geringer. Der Clenbuterolgehalt in der Probe wurde durch visuelle Inspektion oder Kolorimetrie bestimmt. Die optimale Wellenlänge für die Kolorimetrie betrug 450 nm und die Referenzwellenlänge sollte über 600 nm liegen.

Kolloidale Gold-Immunchromatographie

Mithilfe der kompetitiven kolloidalen Gold-Immunchromatographie-Technologie verbindet sich Clen in der Testlösung mit dem goldmarkierten Antikörper auf dem goldmarkierten Pad und bildet einen Komplex. Wenn die Konzentration von Clen in der Testlösung niedriger als der Empfindlichkeitswert ist, fließt der ungebundene goldmarkierte Antikörper in die T-Zone und wird von dem auf der Membran fixierten Clen-BSA-Konjugat gebunden, wodurch er sich allmählich zu einer sichtbaren T-Linie zusammenballt; wenn die Clen-Konzentration höher als der Empfindlichkeitswert ist, bilden alle goldmarkierten Antikörper einen Komplex und verbinden sich nicht mehr mit dem Clen-BSA-Konjugat an der T-Linie, um eine sichtbare T-Linie zu bilden. Der nicht fixierte Komplex fließt durch die T-Zone und wird vom sekundären Antikörper in der C-Zone erfasst, wodurch eine sichtbare C-Linie entsteht. Das Erscheinen der Linie C zeigt an, dass eine Immunchromatographie stattgefunden hat, was bedeutet, dass das Testpapier wirksam ist.

Faltprüfverfahren

1. Lesen Sie die Bedienungsanleitung vor dem Test vollständig durch und bringen Sie die Reagenzplatte und die Probenlösung vor der Verwendung wieder auf Raumtemperatur.

2. Den Aluminium-Plastikbeutel aufreißen und das Testpapier herausnehmen.

3. Gehen Sie gemäß dem Modell vor (der Urin darf nicht direkt in den Beobachtungsbereich gelangen).

3.1 Tauchen Sie das weiße Ende des Testpapiers in den Urin (der Flüssigkeitsstand darf die horizontale Linie nicht überschreiten) und halten Sie es 5 Sekunden lang darin.

3.2 Nehmen Sie die zu testende Urinprobe mit einer Pipette auf und geben Sie langsam drei Tropfen der Probe in die Probenvertiefung.

4. Legen Sie den Teststreifen 1 Minute lang flach hin und warten Sie, bis der rote Streifen erscheint.

5. Lesen Sie das Ergebnis innerhalb von 3 bis 8 Minuten ab. Nach 10 Minuten ist das Ergebnis ungültig.

6. Ergebnisse können innerhalb von 10 Minuten erzielt werden

Interpretation des Faltungsergebnisses

Positiv (+): Im Qualitätskontrollbereich (C) erscheint lediglich ein violett-rotes Band. Im Testbereich (T) erschienen keine violett-roten Bänder.

Negativ (-): Es erscheinen zwei violett-rote Bänder. Einer befindet sich im Testbereich (T) und der andere im Qualitätskontrollbereich (C).

Ungültig: Im Qualitätskontrollbereich (C) erscheint kein violett-rotes Band, was darauf hinweist, dass der Test fehlgeschlagen ist oder das Testpapier abgelaufen ist.

Hinweis: Der violett-rote Streifen im Testfeld (T) kann unterschiedliche Farbtöne aufweisen. Innerhalb der vorgeschriebenen Beobachtungszeit sollte jedoch, unabhängig von der Farbtiefe des Bandes, selbst ein sehr schwaches Band als negatives Ergebnis gewertet werden.

Notizen falten

1. Bitte verwenden Sie die Testkarte einmal innerhalb der Haltbarkeitsdauer.

2. Vermeiden Sie während des Tests direktes Sonnenlicht und elektrische Ventilatoren.

3. Versuchen Sie, die weiße Filmoberfläche in der Mitte der Testkarte nicht zu berühren.

4. Um eine Kreuzkontamination zu vermeiden, sollten die Urinprobentropfer nicht gemischt werden.

5. Wenn die Urinprobe Niederschlag oder Trübung aufweist, zentrifugieren Sie sie bitte vor dem Test.

Flüssigchromatographie-Massenspektrometrie/Massenspektrometrie (HPLC-MS/MS)

Siehe SN/T

1924-2007 Nachweisverfahren für Rückstände von Clenbuterol, Ractopamin, Salbutamol und Terbutalin in Lebensmitteln tierischen Ursprungs für den Import und Export.

Diese Norm gilt für den Nachweis von Clenbuterol-, Ractopamin-, Salbutamol- und Terbutalinrückständen in Muskeln und Eingeweiden tierischer Lebensmittel.

Die Arzneimittelrückstände in der Probe wurden mit Ammoniumacetatpuffer bei pH 5,2 extrahiert und β-Glucuronidase-Arylthioesterase zur enzymatischen Hydrolyse hinzugefügt. Der Extrakt wurde über C18- und SCX-Doppel-SPE-Säulen gereinigt und mittels Flüssigchromatographie-Massenspektrometrie bestimmt und mit der Methode des internen Standards quantifiziert.